Consensus d’experts sur l’évaluation morphologique des embryons humains au stade de clivage et des blastocystes
L’évaluation morphologique des embryons humains reste une pierre angulaire des techniques de procréation assistée (AMP), guidant la sélection des embryons au potentiel développemental le plus élevé pour le transfert. Malgré les avancées, l’absence de critères standardisés et universellement applicables pour l’évaluation des embryons au stade de clivage et des blastocystes a maintenu une subjectivité dans les pratiques de laboratoire. Ce consensus, développé par l’Association chinoise de médecine de la reproduction en collaboration avec des experts internationaux, affine les cadres existants, introduit des paramètres quantitatifs et améliore la granularité du classement embryonnaire pour optimiser les résultats en AMP.
Indicateurs morphologiques des embryons au stade de clivage
Les embryons au stade de clivage sont évalués sur quatre paramètres principaux : le nombre de blastomères, la fragmentation, la symétrie et la multinucléation. Ces critères informent collectivement la qualité embryonnaire et le potentiel d’implantation.
Nombre de blastomères
La cinétique développementale, reflétée par le nombre de blastomères, est l’indicateur le plus critique. Les embryons de haute qualité présentent une division synchronisée avec les étapes développementales attendues. Pour les embryons de jour 2, le nombre idéal est de quatre cellules, évoluant vers huit cellules au jour 3. Les embryons s’écartant significativement de ces références sont considérés sous-optimaux.
Fragmentation
Le degré de fragmentation, défini comme le pourcentage de fragments cytoplasmiques par rapport au volume embryonnaire total, est inversement corrélé au succès de grossesse. Une fragmentation <10 % est préférable. Pour distinguer les fragments des blastomères viables, les fragments sont définis comme des structures cytoplasmiques de diamètre <45 µm au jour 2 et <40 µm au jour 3. Les fragments plus grands ou indistinguables des blastomères sont analysés avec précaution pour éviter une mauvaise classification (Figure supplémentaire 1).
Symétrie
Les blastomères issus d’une division équilibrée sont associés à des taux réduits de multinucléation, d’aneuploïdie et à des taux d’implantation plus élevés. La symétrie est quantifiée par la formule :
[
text{Symétrie (%)} = frac{text{Diamètre du blastomère le plus large} – text{Diamètre du blastomère le plus petit}}{text{Diamètre du blastomère le plus large}} times 100
]
Une différence <20 % indique une symétrie acceptable. Cependant, les attentes varient selon le stade développemental. Par exemple, les stades précoces de clivage (2–4 cellules) peuvent montrer une asymétrie temporaire due à une division asynchrone, résolue lors des cycles ultérieurs (Tableau supplémentaire 1).
Multinucléation
La multinucléation—présence d’au moins deux noyaux dans un ou plusieurs blastomères—est un marqueur pronostique négatif. Bien que facilement observable au jour 2, son évaluation au jour 3 est compliquée par la taille réduite des blastomères et les structures superposées. Ainsi, la multinucléation observée au jour 2 doit orienter le classement au jour 3.
Système de classification des embryons au stade de clivage
Embryons de jour 2
Les embryons de jour 2 sont classés en cinq niveaux (I, IIa, IIb, III, IV), par qualité décroissante. Les embryons de grade I ont quatre blastomères de taille uniforme, <10 % de fragmentation, aucune multinucléation et une zone pellucide intacte. Les grades inférieurs reflètent une asymétrie, une fragmentation ou une multinucléation accrues (Tableau supplémentaire 2).
Embryons de jour 3
Le classement au jour 3 intègre des critères plus stricts, avec six niveaux (I, IIa, IIb, IIIa, IIIb, IV). Les embryons de grade I doivent provenir d’embryons de grade I au jour 2, afficher huit cellules, un cytoplasme homogène, des jonctions cellulaires serrées et aucune anomalie morphologique (ex. vacuolisation, défauts de la zone pellucide). Les embryons présentant des anomalies sont exclus des grades supérieurs, même si d’autres paramètres sont favorables (Figure supplémentaire 3). Les grades IIIb et IV sont considérés non viables pour le transfert, avec une culture prolongée jusqu’au stade blastocyste recommandée pour le IIIb (Tableau supplémentaire 3).
Système de classification des blastocystes
L’évaluation des blastocystes suit un système modifié de notation de Gardner, intégrant le stade d’expansion, la qualité du trophectoderme (TE) et de la masse cellulaire interne (ICM), avec un grade D ajouté pour l’ICM afin d’affiner la catégorisation des blastocystes de faible qualité.
Stades d’expansion
Les blastocystes sont classés en six stades (1–6) selon l’expansion et l’éclosion :
- Stades 1–2 (Blastocystes précoces) : Cavité occupant <50 % de l’embryon.
- Stade 3 (Blastocyste complet) : Cavité remplissant l’embryon.
- Stade 4 (Blastocyste expansé) : Cavité plus large que l’embryon, zone pellucide amincie.
- Stades 5–6 (Blastocystes en éclosion/éclos) : Trophectoderme faisant saillie à travers la zone pellucide.
Grades du Trophectoderme (TE) et de l’ICM
- TE : Noté de A (nombreuses cellules cohésives) à D (cellules rares et dégénérées).
- ICM : Noté de A (cellules distinctes et groupées) à D (cellules dispersées et pycnotiques).
Les blastocystes de haute qualité (stades 3–6) avec des grades TE/ICM ≥BB sont priorisés. Les blastocystes de grades CC ou inférieurs aux jours 5–6 peuvent être écartés ou utilisés prudemment selon des facteurs spécifiques au patient. Les blastocystes précoces (stades 1–2) au jour 6 sont cultivés jusqu’au jour 7 ; ceux atteignant le stade 4+ avec des grades AA–BB sont conservés (Tableaux supplémentaires 4–6, Figure supplémentaire 4).
Chronologie et documentation
Périodes d’observation standardisées
Des intervalles d’observation standardisés réduisent la variabilité :
- Jour 2 : 44 ±1 heures post-insémination.
- Jour 3 : 68 ±1 heures.
- Jours 5–7 : 116 ±2, 140 ±2 et 164 ±2 heures.
Les centres peuvent ajuster ces plages mais doivent maintenir une cohérence interne.
Conventions d’enregistrement
- Embryons au stade de clivage : Format : Grade/Nombre de cellules (ex. I/8). Les blastomères mononucléés (N) ou multinucléés (MN) sont notés (ex. I/86N indique six cellules mononucléées).
- Blastocystes : Format : Stade Grade TE + Grade ICM (ex. 4B+A). Les modificateurs « + » ou « − » stratifient davantage la qualité mais ne sont pas utilisés pour les comparaisons inter-laboratoires.
Définition des embryons de haute qualité
Critères pour le stade de clivage
- Embryons optimaux : Embryons de grade I/8 au jour 3, issus d’embryons de grade I/4 au jour 2, sans fragmentation.
- Embryons de haute qualité : ≥7 cellules au jour 3, fragmentation <10 % et compaction précoce (adhésion cellulaire précédant la cavitation).
- Embryons utilisables : Grades I–IIIa, adaptés au transfert, à la cryoconservation ou à la culture prolongée. Les embryons de grade IV sont écartés (Tableau supplémentaire 7).
Critères pour les blastocystes
- Blastocystes de haute qualité : Stades 3–6 avec grades TE/ICM ≥BB.
- Blastocystes utilisables : Stades 3–6 avec grades TE/ICM ≥BC. Les blastocystes de grade CC peuvent être utilisés sélectivement. Les blastocystes avec ICM de grade D sont écartés (Tableau supplémentaire 8).
Implications cliniques et perspectives futures
Ce consensus traite de la subjectivité dans l’évaluation embryonnaire en intégrant des paramètres quantitatifs (ex. limites de taille des fragments, calculs de symétrie) et des références visuelles (figures/tableaux supplémentaires). L’échelle de notation étendue pour les blastocystes, notamment l’introduction du grade D pour l’ICM, améliore la discrimination entre embryons non viables et embryons limites, réduisant les transferts infructueux.
La compaction précoce, observée chez les embryons de ≥7 cellules au jour 3 avec une fragmentation minimale, est désormais reconnue comme un marqueur de haute qualité. De même, l’exclusion explicite des anomalies de la zone pellucide des embryons de haut grade souligne l’importance de l’intégrité structurale.
En standardisant la terminologie et en intégrant une expertise multinationale, ce cadre vise à harmoniser les pratiques mondiales d’AMP, à améliorer le contrôle qualité des laboratoires et à augmenter les taux de naissances vivantes. Les recherches futures devraient valider ces critères sur des populations diversifiées et explorer les technologies d’automatisation pour réduire la variabilité observationnelle.